ms培养基为什么用蔗糖而不用葡萄糖(ms培养基为什么用蔗糖而不用葡萄糖呢)

在组织培养的初期，由于细胞不能进行光合作用，需要在培养基中添加能源物质。

葡萄糖是最常用的生物能源物质，但按教材中的介绍配制植物培养基时都不是添加葡萄糖作为能源物质，而课本介绍却是用蔗糖。

另外，在果酒制作中，为使酵母迅速发生作用，可加极少量（一小撮）蔗糖。

原因：酵母菌能分泌转化酶在胞外分解蔗糖后再吸收利用单糖，加入蔗糖使发酵原料更丰富，有利于早期酵母的大量繁殖而成为优势菌，从而抑制其他杂菌的繁殖。

第一种说法：蔗糖通过次级主动运输形式直接被植物细胞吸收。

次级主动运输是细胞利用初级主动运输的ATP酶或质子泵建立的质子梯度进行的物质运输，并非直接利用ATP水解释放的能量。

经科学家研究，其吸收过程大致如下：质子泵将质子泵出细胞，胞外形成较高的质子浓度，建立起细胞内外的浓度梯度；这样，胞外的质子顺着浓度梯度趋向于向胞内扩散，细胞膜上的特殊载体除运输质子外，连同蔗糖一起转运至细胞内。

第二种说法：在植物细胞的细胞壁、细胞质和液泡都存在着蔗糖酶，蔗糖首先被水解为葡萄糖和果糖，这些单糖分子再以主动运输方式进入细胞。

研究人员在叶片的韧皮部发现了一系列蔗糖运输载体，包括菠菜蔗糖载体(Riesmeier等，1992)、马铃薯蔗糖载体StSUT1(Riesmeier等，1993)、车前草蔗糖-H+共运输载体PmSUC2(Gahrtz等，1994)和2个拟南芥蔗糖运输载体suc1和suc2(Sauer和Stolz，1994)。

在教材中的质壁分离实验中，的确谈到蔗糖不能通过原生质层．实质上是蔗糖进入的速度非常慢，而不是完全不能进入．蔗糖进入的原因是一种主动运输形式.还有一种可能,洋葱表皮细胞的细胞膜上没蔗糖载体,而植物组织培养中所培养的细胞含有运输蔗糖的载体.

ms培养基为什么用蔗糖而不用葡萄糖呢

1.配制培养基时需注意，MS培养基含有多种化合物，某些化合物相遇可能产生沉淀，影响营养成分。

因此，需配制多种高倍母液。

在配制母液时，尤其是大量元素母液，应先溶解一种成分，再缓慢添加另一种成分，避免“一锅煮”。

可选用Coolaber的MS培养基基盐（PM1011）自行加入蔗糖和琼脂配制MS培养基，既经济又高效。

2.灭菌后培养基不凝胶或凝胶偏软可能是由于pH值低于5.5，导致植物凝胶和琼脂难以成胶。

应调节培养基pH值至5.5-6.0。

植物凝胶对二价阳离子浓度有要求，1/2MS培养基中应适当增加植物凝胶用量。

灭菌后应摇匀培养基，以保证琼脂分布均匀。

可选择Coolaber改良MS培养基（PM10121，pH5.8±0.2），含蔗糖和琼脂/植物凝胶，省去调pH步骤。

3.水解酪蛋白对胚状体、不定芽的分化有促进作用，通常用量在500mg/L。酸解和酶解的作用相同，但酶解更利于发挥其作用。

4.溶解植物激素时，IAA、IBA、GA、玉米素、多效唑应先溶解于少量95%的乙醇中，再加水定容配制成母液。

2，4-D易溶于碱性水溶液，可用少量1mol/L的NaOH溶液溶解后再慢慢加水定容。

KT和6-BA先用少量HCL溶解，再加水定容到一定浓度。

5.培养基中通常加入0.1-10.0mg/L的细胞分裂素（6-BA/KT/ZT)，多数用1.0-2.0mg/L，KT浓度为0.5~2mg/L，根据实验材料调整。细胞分裂素可单独使用或与生长素配合使用。

6.IBA、NAA、6-BA、2,4-D可高温高压灭菌。IAA、GA3、茉莉酸等不可高温高压灭菌，否则会分解失效，需用0.22微孔滤膜过滤除菌，待培养基冷却后加入混匀。

7.培养基pH值过高（大于6）或过低（小于4.5）会影响凝胶硬度。一般将培养基pH调节至5.5~6.0为宜。

8.灭菌过程中，蔗糖和激素可能酸化，导致培养基pH值下降。灭菌前培养基pH值偏低可能导致培养基不凝或偏软。

9.使用75%酒精进行种子消毒时，消毒时间不宜过长，以免影响种子发芽率。

10.外植体消毒直接影响培养过程。外植体需用自来水冲洗，然后用70%乙醇溶液、9%次氯酸钠溶液、0.1-0.2%升汞溶液处理，具体根据实验材料而定。经升汞灭菌的外植体需用无菌水冲洗6-8次。

11.植物组织培养过程中可能出现真菌、细菌污染。预防措施包括通风、保持室内空气干燥、紫外灯杀菌等。污染后，真菌污染需高压灭菌，细菌污染可剪下未感染部分继续培养。

12.外植体应选择幼嫩、生长旺盛的，体积不宜过小，以利于愈伤组织形成和分化。一般接种的外植体体积在0.5-1.0cm²范围内。

13.茎段组织培养时，取植物嫩茎切段作为外植体，切成0.5-1cm长的小段进行接种，保证每个茎段有一个芽点和一片叶子。

14.外植体接种时，需提前灭菌消毒，使用75%酒精擦手、工作台和器皿，操作时注意无菌操作。

15.组织培养中可能出现材料褐化现象，原因包括培养基成分、培养条件等。防治措施包括选择合适外植体、调整培养条件、使用抗氧化剂等。

16.材料玻璃化问题可能由培养基成分、光照、温度等因素引起。防治措施包括添加聚乙烯醇、脱落酸等物质，降低细胞分裂素含量，增加光照等。

17.材料水浸状、变色、坏死、茎断面附近干枯可能由表面杀菌剂过量、消毒时间过长、外植体选用不当等原因引起。改进措施包括调换杀菌剂、缩短消毒时间、试用其他部位等。

18.材料长期培养几乎无反应可能由培养基不适合、生长素选择和用量不当、环境温度不适宜等原因引起。改进措施包括更换培养基、调整激素种类与配比、调整环境条件等。

19.愈伤组织生长过旺疏松可能由激素添加过量、培养室温度偏高、无机盐含量不当等因素引起。改进措施包括减少激素用量、降低培养温度、调整无机盐含量等。

20.愈伤组织生长缓慢太紧密可能由细胞分裂素和生长素用量过多、糖浓度过高引起。改进措施包括减少细胞分裂素用量、调整激素比例、降低糖浓度等。

21.愈伤组织分化率低，畸形，分化出的芽多为叶状芽或丛芽，芽生长困难，不易成苗。培养时间长时，再次愈伤组织化可能由生长素用量偏高、温度偏高引起。改进措施包括减少生长素用量、降低愈伤组织培养温度等。

22.丛生苗过于细弱，不适于生根或移栽可能由细胞分裂素浓度过高或赤霉素使用不当、温度过高、光照不足、生长空间小等原因引起。改进措施包括减少细胞分裂素用量、延长光照时间、及时转接、降低接种密度等。

23.组织培养过程中出现黄化可能由Fe含量不足、培养环境通气不良、激素配比不当、糖用量不足或长时间不转移、pH值变化过大、培养温度不适、光照不足等引起。

改进措施包括改善组培条件、降低接种密度、改善瓶内通气状况、调节pH值、控制培养室内温度、增加光照等。

24.植物组培培养基包括MS培养基、B5培养基、富盐平衡培养基、高硝态氮培养基、中盐培养基、低盐培养基等。

25.木本植物（油料植物）组织培养中再生苗无法生根时，可尝试使用1/2MS或1/2WPM培养基，调整激素用量，延长光照时间，及时转接，降低接种密度等方法。

26.培养基中添加糖类作为碳源物质，可调节渗透压，减少微生物污染，影响愈伤组织中维管束的类型与数量。

27.用于植物原生质体制备的材料需选取生长旺盛的细胞，幼嫩的组织，常用的渗透压调节剂包括甘露醇、山梨醇、葡萄糖、蔗糖等。

28.组培苗移栽时，应先炼苗，洗净根部培养基，移栽到灭过菌的蛭石中过度，然后移栽到土里。

29.光照强度计算公式为光通量/单位面积，Lux的换算以烛光为单位，1标准烛光=10.76Lux。

30.LED光源在植物组织培养中选择460nm左右的蓝光和660nm左右的红光，对植物生长发育起关键作用。